[Apostila online] - Tópico 2: Tamanho é Documento?

Coleta e Cultivo de Invertebrados de Água Doce - I

Objetivos:

1. Aprender os procedimentos básicos de coleta de invertebrados de água doce e protistas.
2. Aprender os procedimentos básicos de preparação e manutenção de culturas de invertebrados de água doce e protistas.
3. Aprender os procedimentos básicos de preparação e manutenção de culturas de invertebrados de água doce e protistas.
4. Realizar treinamento em identificação desses organismos.
5. Propor um plano para desenvolvimento de uma atividade para alunos do Ensino Fundamental (5ª a 8ª série) e/ou Ensino Médio, envolvendo um ou mais aspectos da morfologia e ou da biologia de um animal selecionado dentre os encontrados durante a execução da atividade.

Material de coleta e de laboratório necessários:

• Caderno de campo para anotações.
• Lápis.
• Borracha.
• Etiquetas.
• Coletor de substrato de fundo (assistir ao vídeo da profª Sônia Lopes e colaboradores).
• Recipientes plásticos de boca larga e com tampa, com capacidade mínima de 500 ml.
• Pinças de ponta fina (de preferência, pinças de relojoeiro).
• Pincéis macios (no 6/165 a 14/266).
• Pipetas de plástico ou de vidro (2 – 3 ml).
• Placas de petri, com o meio de cultura previamente preparado (veja abaixo como prepará-lo).
• Placas de petri limpas, quadriculadas ou não, para eventual análise do material.
• Lâminas e lamínulas histológicas.
• Estiletes.
• Par de botas de borracha.
• Luvas de borracha.
• Estereomicroscópio.
• Microscópio biológico.

Figura 02: A: modelo de etiqueta interna; B: modelo de etiqueta externa.
Fonte: Cortesia do Profº Carlos Eduardo Falavigna da Rocha.

Figura 03: A: estiletes; B: pipetas e C: placas de triagem.
Fonte: Cortesia do Profº Carlos Eduardo Falavigna da Rocha.

Coleta e Cultivo de Invertebrados de Água Doce - II

Procedimentos prévios: campo e laboratório

• Levantamento prévio dos corpos d’água a serem amostrados, de preferência de vários tipos em sua vizinhança.
• Preparação das placas de cultura conforme procedimento descrito mais abaixo.
• No campo (assistir também ao vídeo da profª Sônia Lopes e colaboradores disponibilizado na etapa 1 deste protocolo):
  • Anotar as características do corpo d’água a ser amostrado, tais como sua localização, exposição ao sol, dimensões, horário de coleta, data, nome do coletor (es) etc.
  • Amostrar o maior número possível de habitats existentes (raízes de macrófitas, substrato de fundo, folhas em decomposição nas margens, raspagem das paredes dos tanques etc.); as amostras coletadas poderão ser acondicionadas em frascos separados ou juntadas em um mesmo recipiente.
  • Coletar porções do substrato com as mãos (lembre-se de que as mãos devem estar vestidas com luvas) ou fazendo uso de um coletor, pincel ou outro equipamento que julgar mais apropriado para obtenção do material no habitat que está sendo amostrado.
  • Etiquetar o vasilhame que contém a amostra, atribuindo-lhe um número, pelo menos.

Figura 04: recipiente de coleta.
Fonte: Cortesia do Profº Carlos Eduardo Falavigna da Rocha.

Figura 05: luvas para proteger as mãos durante as coletas.
Fonte: Thinkstock.

Coleta e Cultivo de Invertebrados de Água Doce - III

No laboratório:

Triagem

1. Coloque cada amostra de água em recipientes devidamente etiquetados (cristalizadores ou cubas plásticas) e de capacidade compatível com o volume da amostra.
2. Sempre que possível, deixe a amostra para decantar, à sombra, por cerca de 12 horas ou mais, antes de iniciar a observação de pequenas alíquotas para a observação e identificação dos organismos.
3. Utilizando pipetas de calibre grosso (é possível regular o calibre das pipetas plásticas cortando-as em diferentes alturas para obter o calibre desejado), transfira alíquotas da amostra para uma placa de Petri limpa com um pouco de água; você pode também examinar o material ao microscópio colocando uma pequena gota de água com substrato sobre uma lâmina histológica e cobrindo a preparação com uma lamínula.
4. Identifique os organismos (galeria de fotos/figuras; filme da Profª Sonia Lopes e colaboradores e literatura recomendada na bibliografia); e
5. Liste as espécies encontradas e represente-as esquematicamente. Para isso, recomendamos que você faça um círculo em uma folha de papel branco utilizando um copo emborcado como molde; faça um desenho do animal que observa proporcional ao campo de visão, e anote ao lado do círculo o aumento em que foi executado (multiplique o aumento da ocular pelo da objetiva).

Figura 6: A: colocando alíquota da amostragem com auxílio de pipeta, lâmina e lamínula. B: microscópio óptico com câmara clara para fazer desenhos.
Fonte: Cortesia do Profº Carlos Eduardo Falavigna da Rocha.

Coleta e Cultivo de Invertebrados de Água Doce - IV

No laboratório:

Culturas:

A. Preparação do meio:

1. Coloque água do local de coleta (se possível, filtrada através de um tecido de malha fina ou papel de filtro) ou água mineral sem gás até aproximadamente a metade da capacidade da placa.
2. Adicione, no máximo, 3 a 4 grãos de arroz cru e sem casca.
3. Coloque a tampa da placa e acomode o conjunto em local abrigado da luz.

Nota: dentro de três ou quatro dias, aparecerão fungos e bactérias concentrados principalmente ao redor dos grãos de arroz; eles servirão de alimento para os organismos em cultura.

B. Montagem das culturas:

1. Nas placas com o meio preparado com antecedência de 3 dias, pelo menos, coloque de 5 a 6 gotas de água + substrato de uma das amostras, de preferência daquelas que continham uma diversidade de organismos relativamente alta.
2. Identifique ambas as partes do conjunto de placa de Petri colocando etiqueta com dados de coleta e o nome do responsável por ela.
3. Mantenha a placa em local abrigado do sol, se possível coberto por um papelão escuro. Para evitar oscilações térmicas acentuadas, é recomendável colocar as placas sobre uma placa de isopor ou tábua.

Figura 7: recipiente de coleta.
Fonte: Cortesia do Profº Carlos Eduardo Falavigna da Rocha.

Figura 8: Grãos de arroz para cultura de protistas.
Fonte: Thinkstock.

Coleta e Cultivo de Invertebrados de Água Doce - V

No laboratório:

Culturas:

C. Observação das culturas após uma semana ou mais:

1. A observação deverá ser iniciada levando-se a placa contendo a cultura diretamente à lupa. O transporte da placa até a lupa deverá ser feito da forma mais cuidadosa possível para se minimizar ao máximo a movimentação da cultura. Verifique como é a distribuição dos organismos em relação aos grãos de arroz. Identifique a fauna encontrada.
2. Para a observação mais detalhada dos organismos e sua identificação, faça uma preparação provisória como descrito abaixo:

Procedimento 1:

Transfira uma gota da cultura contendo algum substrato para uma lâmina limpa e cubra a preparação com uma lamínula limpa. Observe ao microscópio.

Procedimento 2:

Transfira uma gota da cultura contendo algum substrato para uma lâmina limpa, deite sobre a gota uma malha bastante esgarçada de fiapos de algodão, e cubra a preparação com uma lamínula limpa. O objetivo da malha é aprisionar os organismos em áreas mais restritas, ao mesmo tempo em que oferece um suporte à lamínula da preparação e ajuda a evitar o esmagamento dos organismos mais espessos. O excesso do meio pode ser removido com tiras de papel de filtro ou guardanapo de papel. Observe ao microscópio.

Para identificar os organismos, utilize a bibliografia indicada ou a galeria de fotos. Represente-os esquematicamente e anote o tipo de movimento que realizam e as particularidades que julgar importantes (ver procedimento no item Triagem, subitem 5).

Manutenção das culturas:

Mantenha as culturas em local abrigado do sol, de preferência cobertas com papel preto, folhas de jornal ou ainda em um armário fechado. Em cidades de clima frio, aqueça o local das culturas com aquecedor ou com uma ou mais luminárias com lâmpada de 25 W, mantidas acerca de 25 cm de altura em relação à bancada. Tais cuidados aumentarão as chances de as culturas perdurarem por meses e até por anos. Também é necessário que novos grãos de arroz sejam adicionados quando os existentes na cultura estiverem desaparecendo. A adição de mais água (gotejamento) será necessária para manter o nível do meio. Também é muito importante o cuidado de não se manipular substâncias venenosas, como formol e álcool, próximo ao local das culturas, ou introduzir na cultura pipetas e instrumentos já utilizados para manipular animais fixados ou produtos químicos.

Figura 09: Colocando alíquota da amostragem com auxílio de pipeta, lâmina e lamínula.
Fonte: Cortesia do Profº Carlos Eduardo Falavigna da Rocha.

Figura 10: Retirando o excesso do meio através de tiras de papel de filtro ou guardanapo de papel.
Fonte: Cortesia do Profº Carlos Eduardo Falavigna da Rocha.

Coleta e Cultivo de Invertebrados de Água Doce - VI

No laboratório:

Culturas:

Preparação de culturas puras:

Em uma placa com meio preparado segundo procedimento descrito no item “Culturas – A. Preparação do meio”, inocule indivíduos do táxon desejado (p. ex., amebas, vermes, tardígrados etc.) utilizando uma pipeta nova e limpa para evitar a inoculação de organismos indesejados.

A cultura de euglena ou paramécio deve ser feita inoculando-se os indivíduos em um frasco de 250 ml (tipo frasco de maionese) contendo água até a metade de sua capacidade e colocando-se 1/3 de uma folha fresca e lavada de alface. Novos pedaços de folha de alface devem ser adicionados quando aqueles colocados na cultura estiverem desaparecendo.

Culturas de paramécio podem também ser obtidas substituindo-se a folha de alface fresca por folha de alface desidratada em estufa a 40 – 50^oC. Para a desidratação das folhas, colocam-se folhas de alface lavadas entre folhas de papel toalha. A pilha de material assim preparada deve permanecer na estufa até as folhas se tornarem marrons. O processo leva 2 a 3 dias. Retire as folhas de papel toalha e as folhas de alface devem ser guardadas em recipiente com tampa. A vantagem é que se disporá de substrato alimentício para as culturas por um longo período de tempo. A experiência nos tem mostrado que as culturas de paramécio se desenvolvem melhor utilizando folhas desidratadas em vez de folhas frescas.

Hidras podem ser mantidas no laboratório em aquários pequenos ou em outros recipientes. A água deve ser do local de coleta, filtrada em papel de filtro, ou água mineral. O local onde ficará o aquário deve ser iluminado e pode receber luz solar direta por algumas horas durante o período da manhã. Isto porque hidras verdes contêm simbiontes que realizam fotossíntese. Hidras são animais carnívoros e devem ser alimentadas adicionando-se zooplâncton à água. O ideal é manter no mesmo aquário/recipiente populações de microcrustáceos (copépodes, cladóceros e ostrácodes), que servirão de alimento para as hidras.

Planárias são facilmente mantidas em recipientes com água do local de coleta, filtrada em papel de filtro, ou água mineral. São facilmente alimentadas com pequenas porções cruas de fígado de galinha ou boi. Uma porção de fígado de 1 a 2 cm de lado, amarrada a uma das extremidades de um pedaço de barbante (a outra extremidade ficará para fora do aquário) é deixada sobre o fundo ou encostada na parede do aquário. As planárias serão atraídas para o alimento, sobre o qual ficarão até estarem saciadas. Após umas duas horas, retirar o alimento restante para não estragar a água. Outro procedimento é trocar toda a água vertendo-a e colocando água nova. O risco de perda de algum animal é baixo, visto que os animais aderem às paredes do recipiente. Não remova bolinhas pretas que surgirem sobre as paredes do recipiente. Elas são casulos depositados pelas planárias, dos quais eclodirão jovens.

Figura 11: A:  Paramecium sp.; B: Hydra sp. e C: Macrostomum sp.
Fonte: Thinkstock.

Coleta e Cultivo de Invertebrados de Água Doce - VII

Plano de Atividades

Cada cursista deverá elaborar seu próprio plano ou protocolo de coleta e cultivo de invertebrados de água doce, adaptado aos seus alunos, que conterá:

Título

Objetivo(s)

Duração (em horas-aula ou dias ou semanas)

Coleta do material (onde e como)

Manutenção do material no laboratório

Procedimentos a serem desenvolvidos para atingir os objetivos propostos (execução da atividade)

Bibliografia consultada (se houver).

Será avaliada a criatividade, exequibilidade, clareza e objetividade na redação do plano e adequação à série escolhida para a aplicação do plano.

Figura 12: Criatividade!
Fonte: Thinkstock.

Vamos para a atividade 1?

Medindo o Tamanho

Às vezes, torna-se difícil saber o tamanho real de um organismo observado ao microscópio, principalmente quando não se tem disponível uma retícula micrometrada associada à lente objetiva como ponto de referência para medições. Uma solução para isso é medir o campo visual do menor aumento do microscópio, com o auxílio de uma régua milimetrada transparente de boa qualidade e, a partir daí, fazer inferências sobre o tamanho do organismo que está sendo visualizado. Para tanto, siga os passos abaixo:

1. Ligue a luz do microscópio.
2. Gire o revólver até posicionar a lente objetiva de menor aumento (ex.: 4x) no campo visual. Lembre-se de que esse não é o aumento total, pois ainda há o aumento da lente ocular. Mas como esse aumento geralmente não se altera (ex: 10x), isso não interferirá no cálculo abaixo.
3. Posicione a régua na platina do microscópio e meça o diâmetro do campo visual (ex.: 10 mm). Lembre-se de que o campo visual é inversamente proporcional ao aumento. Assim, se o aumento for de 4 vezes, o campo será 4 vezes menor. Nos exemplos acima apresentados, ao passarmos para uma objetiva de 40x (dez vezes mais potente), o campo se reduzirá a 1 mm (dez vezes menor).
4. Quando estiver observando o organismo, faça um cálculo aproximado de quantas vezes seu comprimento é menor que o campo visual, para uma estimativa de seu tamanho. No exemplo acima, com a objetiva de 40x (campo visual de 1 mm), um organismo que ocupasse mais ou menos 1/3 do campo teria mais ou menos 0,3 mm (300 μm).

Figura 16: Retícula micrometrada, em diferentes aumentos. Note que se trata de uma régua milimetrada de apenas 1 mm.
Fonte: Cortesia do Profº Carlos Eduardo Falavigna da Rocha.

Escalas

Uma escala é um método de ordenação de grandezas físicas e químicas, qualitativas ou quantitativas, que permite uma dada comparação. Em desenhos esquemáticos, para representar o tamanho de um organismo ou de alguma estrutura de seu corpo, podemos utilizar uma escala numérica, que pode ser representada de maneira gráfica. A escala gráfica é representada sob a forma de um segmento de reta, normalmente subdividido em seções ao longo das quais são registradas as distâncias reais correspondentes às dimensões do segmento. A escala traduz assim a relação entre a distância no desenho e a correspondente distância na realidade, ou seja, indica quantas vezes a realidade foi reduzida ou aumentada.

Em trabalhos de campo, é comum realizar o registro fotográfico de um organismo próximo a um objeto de tamanho conhecido para se ter uma idéia generalizada do tamanho do espécime de interesse. Assim, são utilizadas moedas, réguas milimetradas, a mão de uma pessoa, etc. Representações esquemáticas mais precisas indicam um segmento de reta que corresponda a uma unidade métrica (ex: 1mm). Com este referencial é possível saber quantos milímetros existem em uma dada representação de um organismo qualquer, verificando quantos desses segmentos de 1mm podem ser inseridos, um após o outro, no desenho correspondente.

É possível fazer uma escala sob microscópio óptico, utilizando uma régua milimetrada como foi explicado no quadro informativo anterior sobre medida do tamanho. Também é possível comprar lâmina micrométrica com uma régua de tamanho diminuto, conhecida como gradícula, própria para observação ao microscópio óptico e estereomicroscópio.

Observação: consultar site abaixo quando ocorrer dificuldade com conversões de medidas. http://www.webcalc.com.br/conversoes/comprimento.html

Fonte(s): http://www.webcalc.com.br/

Figura 17: Uso de lâmina gradícula de 1mm, para fazer desenhos sob câmara clara (presente em modelos de Microscópio da ZEISS, Axioskop 2 plus, por exemplo)
Fonte: Cortesia do Profº Carlos Eduardo Falavigna da Rocha.

Representações esquemáticas em Biologia

Procedimentos para a elaboração de um esquema ou desenho (adaptado de Boolootian & Heyneman, 1969):

1. Decida precisamente o que vai mostrar. Selecione o organismo ou a estrutura representativa do mesmo. Selecione a escala ou aumento apropriado e faça seus esquemas suficientemente grandes e claros, de preferência no centro do espaço reservado para o desenho.
2. Divida a área de desenho em quadrantes usando linhas leves e interrompidas. Com o auxílio dessas divisões delineie, do mesmo modo, o contorno do organismo ou estrutura de interesse a fim de representar a simetria apropriada, possibilitando correções de imperfeições.
3. Substitua as linhas interrompidas de seu esquema, por outras inteiras e firmes e represente os detalhes estruturais importantes. Não é adequado o sombreado ou qualquer tipo de “toque artístico”.
4. Preencha os detalhes, mas não além do necessário. Se seu espécime tem simetria bilateral ou zigomorfa, os detalhes de um lado são suficientes, enquanto na simetria radial ou actinomorfa, os detalhes podem ser restritos a um pequeno setor.



5. Coloque uma legenda geral, com o máximo de detalhes não repetitivos, na margem inferior de seu esquema e inclua informações adicionais no próprio desenho, utilizando setas com linhas sólidas, de modo que nunca se cruzem. Na legenda geral explicativa, indique o aumento, a vista ou ângulo ilustrado além de outros detalhes pertinentes. Limite os detalhes e as legendas ao espécime ou estrutura que foi observada.
6. Para completar as informações de seu esquema pode-se consultar bibliografia específica, sendo necessário citar a fonte na legenda geral da figura.
7. A classificação completa de um espécime pode ser colocado no canto superior direito do espaço para desenho.